光合作用电子传递链响应环境变化的4种短期调控机制 - 科研资讯 - 机器人与AI，表型与现代生物育种，生态环境-上海918博天堂(中国)科技股份有限公司

自然条件下，植物常常处于光强快速变化的环境中。类似的状况可能会导致光合作用电子传递速率和下游还原剂合成对电子的消耗速率不匹配，即光化学反应转化激发能供给的电子和暗反应二氧化碳固定对还原剂消耗不协调。过剩的激发能和电子会诱发活性氧产生，增加光合作用系统损坏的风险。幸运的是，植物已经进化出了广泛而有效的调节机制，使它们能够应对光强的波动，避免或减少光氧化胁迫。在光合电子传递链水平上主要有以下几种短期光保护机制：1、状态转换，即光系统II捕光天线复合物LHCII磷酸化/去磷酸化动态与PSII或PSI结合，实现PSII和PSI之间光吸收的优化；2、替代电子传递途径，即通过不同的替代电子传递通路重新分配电子流，主要包括由NADH脱氢酶样复合物(NDH)或质子梯度调节因子(PRG5-PGRL1)介导的环式电子传递(CET)；3、非光化学淬灭(NPQ)，即依赖类囊体腔酸化产生的ΔpH诱导的LHCII中过剩激发能的耗散，以保护光合作用装置免受光氧化损伤；4、光合控制，由Cytb₆f复合物为核心的电子传递调节机制，它通过类维持高类囊体腔ΔpH对Cytb₆f中线性电子传递的质体醌(PQH2f)氧化进行反馈调节，以实现控制电子传递的目的。这些机制如同精密的传感器网络，能在数秒至数分钟内动态响应光照强度、温度波动等环境变化。

1、状态转换：光系统间能量平衡的"配平器"

由于光合作用的两个系统(P680&P700)具有不同的光吸收特性，光照条件的变化会导致两个光系统的激发率不相等，从而降低光合作用产量。状态转换(State Transition)是植物平衡光系统II(PSII)和光系统I(PSI)间能量分配的核心机制，光合生物能够通过状态转换在短期内平衡PSII和PSI的天线系统之间的光激发能。这一过程最早是20世纪60年代末在藻类中被发现和描述的，但是状态转换并不局限于藻类，陆生植物和蓝藻中也会发生。只不过与高等植物相比，状态转换对绿藻和蓝藻的影响较大，因为这些生物的叶绿体呼吸活性比植物要高得多，这意味着PQ库在黑暗中将处于更还原的状态。通常认为，衣藻是研究状态转换的绝佳模式生物。

图125022801.jpg

http://doi.org/10.1093/plphys/kiac002

调控状态转换机制的元件包括STN7(衣藻中的同源蛋白为STT7)激酶和TAP38(也称PPH1)去磷酸化酶。STN7激酶定位于类囊体基质侧，受PSII反应中心氧化还原状态调控。TAP38/PPH1磷酸酶依赖PSI侧的低还原力环境激活。当光环境更有利PSII光捕获时，其激发能过剩会导致还原力堆积。此时，LHCII复合体通过STN7激酶介导的磷酸化修饰脱离PSII，迁移至PSI形成PSI-LHCI-LHCII超级复合体(状态Ⅰ→状态Ⅱ)。反之，当光环境优先激发PSI时，磷酸酶(如TAP38/PPH1)去除磷酸基团，LHCII回归PSII(状态Ⅱ→状态Ⅰ)。

状态转换测量的经典方法是77K荧光发射光谱，77k 荧光指的是在零下196度的温度条件下观测的叶绿素荧光，77K下只有物理过程，没有生化过程，这样的低温条件避免了与温度有关的酶反应和电子传递对荧光测量的影响，因此只有原初光化学反应的变化才能被反映出来。目前77K 荧光常用于两个光系统之间状态转化的研究，反应光能在两个光系统间的分配。典型的77K荧光发射光谱有两个峰，分别是685-695nm和715-730nm，其中后者长波荧光峰是PSI的重要表征，已经确定它是PSⅠ的捕光色素蛋白复合物LHC I上的Chla发出的荧光。通过测量不同光环境诱导条件下制备样品的77K荧光发射光谱，可以判断光系统处于状态I或者状态II，通过光谱曲线的振幅可以衡量状态转换活性的高低。

The Chlamydomonas Sourcebook: Organellar and Metabolic Processes

Chapter22 State Transition, Jean-David Rochai

除此之外，也可以用PAM叶绿素荧光仪来测量状态转换。它的原理很简单，即状态I时LHCII在光系统II，此时PSII天线尺寸正常，Fm’正常。状态I到状态II的转换导致PS II天线尺寸变小和较低的Fm值。因此只需要在红光-远红光-红光-远红光的交替照光序列下连续记录F和Fm’的变化，即可用曲线的动态变化来表征状态转换的发生和强度。

PAM叶绿素荧光仪测量状态转化的文献实例

2、替代电子传递途径：电子流的"应急通道"

光合电子传递分为线性电子传递(LET)和环式电子传递(CET)两种。线性电子传递过程中，电子经PSII、Cytb₆f和PSI最终传递到NADP+产生NADPH，同时形成跨类囊体膜的质子梯度驱动ATPase生成ATP。环式电子传递是围绕PSI进行的，没有PSII的参与，传递到PSI的电子最终传回Cytb₆f，该过程中没有NADPH的生成，只产生跨膜的质子梯度用于合成ATP。环式电子传递是光合作用中重要的调节过程，有助于保持光合生物生长代谢所需的ATP/NADPH比例，避免PSI损伤，并通过酸化类囊体腔侧引发光保护，从而保证光合作用的高效进行。

DOI：10.1104/pp.20.00850

被子植物中有两种部分冗余的CET途径，这两种途径都依赖铁氧还蛋白(Fd)还原PQ。在蓝藻和C4植物中，CET主要是由叶绿体NADPH脱氢酶类(NDH)复合物介导；而在C3植物中，CET主要是由PGR5/PGRL1(质子梯度调控蛋白5/质子梯度调节类蛋白1)介导。当光反应产生还原剂(NADPH)的速率与暗反应固定二氧化碳消耗还原剂的速率不协调时，当线性电子传递受阻时，环式电子传递通过NDH复合体或PGR5-PGRL1通路将电子从铁氧还蛋白(Fd)回传至质体醌(PQ)库，维持跨膜质子梯度(ΔpH)，为ATP合成提供动力。其中NDH依赖途径类似线粒体复合体I，催化PQ还原并泵送质子。PGR5-PGRL1途径通过Fd-PQ氧化还原循环，不直接参与质子转运。NDH复合体嵌入类囊体膜基质侧，由ndh基因家族编码。PGR5-PGRL1定位于类囊体非堆叠区，受光强和ROS信号诱导。

图片来自《光合作用研究技术》

围绕PSI的环式电子传递活性测定目前有两种比较常用的方法：1、测量作用光关闭后的叶绿素荧光瞬时上升的方法(Post-illumination transient increase in chlorophyll fluorescence)，该方法主要用来测量NDH介导的环式电子传递，因此该方法也称为NDH活性测量。该方法测量的流程非常简单，使用暗适应的叶片先在测量光下记录最小荧光Fo，之后用光化光诱导样品达到稳态，最后关闭光化光记录荧光信号的上升。根据作用光关闭后荧光信号上升曲线的斜率来评定循环电子传递的快慢，斜率越大，循环电子传递速率越快，反之越慢。2、测量P700⁺暗还原的方法(dark-reduction of P700⁺)。该方法基于的原理是所有环式电子传递的电子最终都会流回PSI供体测，因此可以通过测量氧化态P700⁺还原的速率来衡量环式电子传递。该方法的操作流程大致如下：首先用远红光将PSI氧化，产生P700⁺，等到PSI的氧化稳定后，关闭远红光，记录P700⁺信号的还原。计算远红光关闭后P700⁺暗还原的初速率(即0-1s的最大斜率)来反映循环电子传递速率的快慢，斜率越大，循环电子传递越快，反之越慢。

PAM荧光仪测量环式电子传递的文献实例

3、非光化学淬灭：过剩激发能的"安全出口"

非光化学淬灭(NPQ)是植物应对高光胁迫的另一种重要保护机制。在自然条件下，驱动光合电子传递(ETR)的能量和以热形式耗散的能量的相对比例会发生变化。当植物暴露在高光环境下时，过多的激发能可能会对光合系统造成氧化损伤，尤其是对光合系统II(PSII)的反应中心，这种损伤被称为“光抑制”。光抑制会导致光合作用活性降低，进而影响植物的生长和适应性。NPQ能够将过剩的激发能以热的形式耗散掉，从而减少对PSII反应中心的氧化损伤。

DOI: 10.1038/NPLANTS.2015.225

NPQ的诱导主要由两个关键因素介导：玉米黄质和PsbS蛋白。玉米黄质由紫黄质通过紫黄质脱环氧化酶(VDE，也称为NPQ1)转化而来，其水平由叶黄素循环中两种酶活性的平衡决定，即VDE将紫黄质转化为玉米黄质，而玉米黄质环氧化酶(ZEP或NPQ2)则介导反向的逆反应。PsbS(也称为NPQ4)是一种类囊体膜蛋白，不结合色素，其激活涉及光诱导的单体化，伴随着PSII天线的重组和与LHCII三聚体的结合。NPQ通过叶黄素循环和PsbS蛋白构象变化将LHCII捕获的过剩光能以热能形式耗散。紫黄质脱环氧化酶(VDE)激活，将紫黄质(V)转化为玉米黄质(Z)，增强LHCII淬灭效率。PsbS蛋白质子化诱导LHCII寡聚化，形成能量耗散位点。VDE/ZE：分别位于类囊体腔和基质，受pH和抗坏血酸调控。PsbS由PsbS基因编码，定位于类囊体膜。

http://doi.org/10.1104/pp.125.4.1558

NPQ的测量一般通过PAM叶绿素荧光仪测量#诱导曲线(#暗弛豫)进行淬灭分析来完成。测量必须使用暗适应的叶片来进行，因为暗适应的样品默认NPQ=0。流程大致如下，使用暗适应的叶片进行测量，首先在低强度的测量光下测量Fo，施加饱和脉冲测量暗适应的最大荧光Fm，然后用光化光诱导样品达到稳态，施加饱和脉冲测量稳态荧光Fs和光下的最大荧光Fm’,然后根据公式NPQ=(Fm-Fm’)/Fm’计算NPQ。如果在诱导曲线后将光化光关掉，可以通继续记录NPQ的弛豫过程，将NPQ根据弛豫时间的快慢细分为qE，qT，qI等组分。

4、光合控制：电子流的"安全阀"

光合作用控制（Photosynthetic Control）最早可以追溯到1960s，RumbergB等人研究发现类囊体膜内质子浓度可以控制电子传递。现在，人们更多地用光合控制来解释光合电子传递链如何在短期或长期内精细调控，从而使得光反应过程ATP和NADPH的产生速率与它们在暗反应代谢中的消耗速率相协调。需要注意的是，光合控制是近几年被广泛报道一种防御性保护机制。小编大胆的猜测可能与人们越来越关注光能对PSI的潜在损害有关。毕竟对植物来讲，在绝大多数情况下都是要优先考虑如何保护PSI的，因为植物缺乏专门针对PSⅠ的快速修复机制，这意味着PSI任何损伤都会导致长时间的光抑制和生长衰退。LET与CO₂固定反应之间的不平衡可通过跨类囊体膜ΔpH水平来感知，当光照过量时，ΔpH会升高。光合控制的典型机制体现在通过ΔpH对Cytb₆f中线性电子传递的质体醌(PQH2)氧化步骤进行的反馈调控。光合控制通过此机制保持了PSI的反应中心P700的氧化状态，这使得在CO₂固定反应中未使用的多余电子能够通过电荷重组被安全地淬灭。

http://doi.org/10.1093/plcell/koae133

光合控制可以通过PAM叶绿素荧光+P700差示吸收来测量。叶绿素荧光参数中的光化学淬灭qP可以用来表征开放态的光系统II反应中心所占的比例，qP越大，开放的反应中心比例越大。光系统的开放和关闭是由PSII电子受体QA氧化还原状态决定的，因此QA氧化还原状态也可以通过qP来指示。QA处于氧化态的越多，开放的反应中心比例越大，qP越大；QA处于还原态的越多，开放的反应中心比例越小，qP越小。P700red是PSI氧化还原过程中仍处于还原态的P700比例。当光强升高导致过高的线性电子传输速率和更酸的类囊体腔环境而诱发光合控制时，质体醌PQH2在Cytb₆f处的氧化变慢。这将导致QA被过度还原，而P700被大量氧化，对应到叶绿素荧光参数上即为qP数值小，P700red数值也小。因此，qP和还原态P700之间的关系可以用于衡量光合控制的程度。

图1225022801.jpg

实际应用中，使用双通道叶绿素荧光仪DUAL-PAM -100或四通道动态LED阵列近红外光谱仪DUAL-KLAS-NIR在中等光化光强度下同时测量PSII荧光和PSI氧化还原。用光化学淬灭参数 qP作为 QA氧化还原状态指示(纵坐标)，制作它与P700 还原百分比(横坐标)关系，可以表征光合控制。在此基础上使用P515/535模块测量跨类囊体膜ΔpH，对光合控制的分析将会更系统和完整。

上图是用266μmolm⁻²s⁻¹的中等强度光强测量33种植物叶片来表征光合控制的结果。在该光强下，具有有限电子传递和Calvin-Benson循环能力的阴生叶片已经受到光合控制的强烈影响(左下，靠近坐标轴交点的数据)，而具有较大电子传递和Calvin-Benson 循环能力的阳生叶片则受到光合控制的影响较轻(右上)。图片来源：http://doi.org/10.1007/s11120-022-00934-7.

结语

除了上面提到的4种光合作用电子传递链响应环境变化的短期调控机制外，光合生物还有其他的一些防御机制，比如替代电子途径相关的：5、抗氧化酶(SOD/APX)或Flv蛋白(蓝藻/苔藓/裸子植物)参与的假环式电子传递，将多余的电子用于还原O2产生水，因此也叫水水循环(梅勒反应)；6、质体末端氧化酶(PTOX)参与的电子从PSII受体测的氧返回到水。过剩激发能淬灭相关的：7、qH，一种新的组成型弛豫较慢的NPQ机制。值得注意的是，qH与PsbS、ΔpH、叶黄素循环和STN7的磷酸化无关。定位在类囊体腔侧的质体脂质运载蛋白LCNP是qH发生所必需的，而位于类囊体膜上的淬灭抑制蛋白1(SOQ1)通过直接或间接修饰LCNP来负调控qH的形成。类囊体膜动态垛叠相关的：8、光系统II向光系统I的直接能量传递，这是由于PSII和PSI在类囊体的垛叠区和非垛叠区差异化分布导致的。激发电子在光系统II和光系统I之间的溢出主要发生在类囊体膜的非垛叠区，介导PSI淬灭。更多有关机制暂不赘述。

图1125022801.jpg

DOI: 10.1134/S0006297923100036

即便是以上正文里四种机制并非孤立运作的。例如强光条件下，NPQ的快速启动(qE)可以作为耗散过剩激发能的首选(响应时间<1分钟)，同时CET提升ΔpH(5-10分钟激活)，而状态转换(需15-30分钟)则作为中长期补偿。这种多层次、动态响应的调控网络，使得植物能在瞬息万变的环境中维持光合效率与生存能力的精妙平衡。

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